Au début de ma thèse, le génome de S. cerevisiae vient d’être publié et plus de la moitié des gènes de la levure ont des fonctions inconnues. J’ai participé à l’analyse fonctionnelle de facteurs impliqués dans le métabolisme des ARN dans le laboratoire d’Alain Jacquier. J’ai en particulier caractérisé le rôle d’Edc3, un activateur de decapping impliqué dans la régulation du messager du gène RPS28B. J’ai également caractérisé un certain nombre d’ARN non codants tels que des snoRNA à boite H/ACA ainsi que les premiers « Cryptic Unstable Transcripts ». En parallèle, j’ai participé au développement technologique d’outils pour pouvoir réaliser des cribles de létalité synthétique de manière plus performante chez la levure. Durant mon post-doctorat chez Timothy Hughes à Toronto, j’ai travaillé sur le déchiffrage du « regulome », c’est à dire l’identification des motifs reconnus par les facteurs de transcriptions. J’ai mis en œuvre et orchestré ce projet chez la souris, et nous avons pu cloner ≈ 1200 domaines de liaisons à l’ADN (DBD) des ≈ 2000 facteurs de transcription de souris en fusion avec la GST. Nous avons réussi à purifier de manière satisfaisante plus de 800 protéines et environ 600 motifs ont pu être caractérisés en réalisant des expériences de « Protein Binding Microarray » en collaboration avec Martha Bulyk à Harvard. Une approche similaire chez la levure nous a permis de caractériser 112 motifs de liaison à l’ADN parmi les ≈200 facteurs de transcription clonés. Ces ressources ont permis de faire une avancée majeure dans la connaissance des régions régulatrices des gènes qui sont reconnues par les facteurs de transcription dans ces espèces. Depuis 2008 et mon retour au laboratoire d’Alain Jacquier, je me suis intéressée à un mécanisme d’interférence transcriptionnelle induite par de la transcription pervasive en antisens des gènes. Dans cette étude nous montrons que la répression par interférence transcriptionnelle résultant de la transcription d’ARN antisens chevauchant le promoteur des gènes constitue un mécanisme de régulation qui concerne un grand nombre de gène chez la levure. Ce mécanisme d’interférence transcriptionnelle fait intervenir une combinaison de facteurs de modification de la chromatine et peut être réciproque dans beaucoup de cas, c’est à dire qu’un gène réprimé par la transcription d’un antisens pervasif peut devenir répresseur de la transcription pervasive en antisens quand il est exprimé, comme par exemple en quiescence. En parallèle, je me suis intéressée à la caractérisation des interactions ARN-protéines et j’ai implémenté au laboratoire et amélioré la technique du CRAC afin de caractériser les spécificités de reconnaissance de facteurs liant les ARN ribosomiques, ARNm et/ou ARNnc. Cette approche a permis de caractériser les cibles de 5 facteurs liant l’ARN ribosomique et je suis actuellement intéressée par certaines hélicases qui lient un grand nombre d’ARNm ou d’ARNnc dans l’ensemble du génome et qui sont impliquées dans des mécanismes de surveillance cytoplasmique. J’ai également participé au développement des outils qui permettent de distinguer les sous populations d’ARNs associés à des sous-complexes spécifiques. Notre laboratoire s’intéresse depuis plusieurs années aux complexes impliqués dans les mécanismes de surveillance cytoplasmique. En effet, les équipes du laboratoire ont caractérisé plusieurs des complexes associés aux mécanismes de contrôle qualité des ARNs. L’équipe de Micheline Fromont a participé à la découverte des facteurs clés du Non Stop Decay (NSD) et celle de Cosmin Saveanu a caractérisé récemment deux sous-complexes distincts associés à UPF1, l’hélicase majeure du Nonsense Mediated mRNA Decay (NMD). Plus globalement, je m’intéresse aux interactions ARN-protéines dans les mécanismes de contrôle qualité des ARNs, qui impliquent généralement l’action d’hélicases particulières au sein de complexes ribonucléoprotéiques dont le rôle précis dans les mécanismes de contrôle qualité des ARN n’est pas bien compris à ce jour. Je propose d’essayer de répondre à cette question par des approches génomiques pour caractériser les spécificités de reconnaissance de certaines de ces hélicases au sein de leurs complexes protéiques respectifs, et d’essayer de comprendre les mécanismes mis en jeu au sein des sous-complexes. Pour cela, j’utilise une version améliorée du protocole du CRAC pour étudier des facteurs qui lient des ARN cellulaires modérément abondant. En couplant cette approche à des expériences de purifications biochimiques et de transcriptomique, nous disposons d’outils puisant pour l’analyse fonctionnelle de ces gènes. Le premier facteur en cours d’étude est l’hélicase putative que nous avons baptisée TAC4 (translation associated component 4) car il s’associe à la petite sous unité du ribosome. Les résultats préliminaires suggèrent que Tac4 pourrait intervenir dans le recyclage des ribosomes lorsque ceux-ci sont bloqués sur les ARNm lors des mécanismes de NGD (« No Go Decay ») ou de NSD. En collaboration avec Micheline Fromont et Olivier Namy, nous nous proposons de caractériser le rôle de Tac4 dans ce mécanisme de recyclage. Le deuxième facteur étudié est le gène SKI2 , l’hélicase majeure du complexe SKI, dont l’équipe de Micheline Fromont au laboratoire, en collaboration avec Roland Beckmann et Elena Conti, a récemment trouvé qu’il pouvait être associé au ribosome pour dégrader les parties traduites des ARNs. En parallèle, elle a aussi observé qu’une autre forme du complexe SKI mais incapable de s’associer au ribosome pouvait être impliquée dans la dégradation des régions non traduites des ARNm, et que ce sous complexes fait intervenir la protéine baptisée Ska1 (Ski associated component 1). Connaître les spécificités de reconnaissance des différents sous-complexes associés au complexe SKI devrait permettre de mieux comprendre le rôle de Ska1. Enfin, le troisième facteur est Upf1, l’hélicase majeure du NMD, qui est trouvé dans deux sous-complexes : un complexe « détecteur » et un complexe « effecteur ». Afin d’essayer de comprendre de quelle manière Upf1 est associé à ces deux sous complexes, j’ai réalisé des expériences préliminaires de RIPseq et de CRAC avec Upf1 et démarré, à l’occasion de l’encadrement de Léna Audebert lors de son stage de Master 2, des expériences de « split-CRAC » (ou les deux étiquettes utilisées sont sur des protéines différentes ce qui permet de sélectionner des sous complexes) dans plusieurs contextes associés à Upf1. Les résultats préliminaires indiquent qu’Upf1 se lie préférentiellement dans les 3’UTR des transcrits et de façon plus modérée aux extrémités 5’. De manière très surprenante, en plus de trouver les cibles attendues du NMD, Upf1 se lie à un grand nombre de transcrits « non-NMD », et Léna Audebert a commencé en octobre 2018 une thèse que je co-dirige avec Cosmin Saveanu et dont le sujet consiste à comprendre le rôle joué par Upf1 et ses partenaires dans la régulation post- transcriptionnelle de ces substrats. Précisément, je concentre donc actuellement mon intérêt principalement sur la compréhension des mécanismes qui régulent les variations subtiles de stabilité des différentes isoformes des queues poly(A) des transcrits en utilisant des approches transcriptomiques et biochimiques. Compte tenu de la convergence de nos sujets de recherche et de la complémentarité de nos expertises, j’ai naturellement rejoint en septembre 2018 le groupe de Cosmin Saveanu.